MarcinS

Takie oświetlenie powinno być ok. Przy takiej odległości diód od roślin jak pokazane na zdjęciu to rośliny wręcz mogą mieć go początkowo za dużo, o ile wcześniej nie były przyzwyczajone do mocnego światła. Teraz tylko pamiętaj o dokarmianiu siewek i powinny szybko rosnąć

hmmm, możliwe że Twój dzisiejszy gość to Harmonia axyridis, inwazyjna biedronka z Azji. Wchodzi do mieszkań jesienią żeby znaleźć miejsce do przezimowania. Jeśli to ona, to myślę można ją wykorzystać do nakarmienia np dzbanecznika. I dzbanecznik się ucieszy, i nasze rodzime biedronki tez.

Fajna kompozycja! Też będę próbował coś podobnego zrobić bo wygląda to świetnie. Może P. moranensis ma za mało światła i dlatego tak wygląda? Z jednej strony skała mu je zasłania, z drugiej framuga od okna.

To prawdopodobnie są kwasy humusowe lub inne substancje zawarte w torfie. Możesz to sprawdzić w prosty sposób: weź zmoczoną chusteczkę i dotknij czarnego miejsca. Jeżeli po chwili chusteczka stanie się zabarwiona na brązowo to masz potwierdzenie teorii. U mnie czasem coś takiego sie pojawia, zwłaszcza zimą. Nie wiem co jest przyczyną, mam wrażenie, że czarne robią się stożki roślin, które są w gorszej kondycji. Zauważyłem, że stożki wzrostu roślin zdrowych są suche, natomiast tych "czarnych" są mokre. W jakiś sposób woda dostaje się na stożek wzrostu, paruje, kwasy humusowe zostają. Trzeba z tym walczyć bo inaczej takie czarne stożki nie są w stanie wydać normalnie rozwiniętych liści. Pomaga regularne przepłukiwanie wodą stożków wzrostu, kwasu humusowe się rozpuszczają i są wymywane z powrotem do torfu i roślina ma szansę rozwijać się normalnie.

Nie zauważyłeś żeby muchołówki wytwarzały krótsze liście? u mnie mam takie wrażenie, nawet do tego stopnia, że nowe liście składają się tylko z części pułapkowej normalnej wielkości, z bardzo krótkim ogonkiem liściowym. za to są mocno wybarwione i szybko się zamykają.

Fajny projekt, jednak nie ustrzegłeś się wad. pierwsza, wg mnie najistotniejsza: diody są zbyt daleko od siebie. Skoro profil aluminiowy ma 40cm i jest na nim 8 diod to wychodzi jedna co 5 cm. Efekt widać na zdjęciu nr 4 , gdzie są jasne punkty otoczone przez ciemniejsze obszary. Widać to że na paskach z nazwami roślin, np ostatnie zdjęcie, chociaż myślę, że tu już aparat mógł te różnice uwypuklić. Gdyby diody były bliżej siebie, albo umieszczone w mniej regularny sposób, światło byłoby bardziej równomierne. Lepiej też dać więcej czerwonych i niebieskich diód, na nich rośliny najwięcej korzystają. Spektrum światła białego (poza niebieską częścią) nie pokrywa się zbyt dobrze ze spektrum pochłaniania przez chlorofil. druga wada - bardzo dużo światła ucieka Ci na boki. Gdybyś skierował je na dół intensywność światła docierającego do roślin by wzrosła. Poza tym przy obecnej konstrukcji pewnie dużo światła ucieka przez okno, co w nocy może robić dziwne wrażenie. Jeszcze uwaga nie związana z LEDami - te sterczące plakietki z nazwami pochłaniają trochę światła, nie lepiej po prostu podpisać doniczkę? Jak długo trzymasz rośliny pod diodami? zauważyłeś jakieś efekty? diody LED dają więcej światła niż świetlówki o tej samej mocy. Nie jest to kolosalna różnica, ważniejsze jest to, że kolor światła diód można dobrać tak, żeby idealnie było pochłaniane przez rośliny.

akurat w oświetleniu LEDowym nie ma ani odrobiny UV, więc szyba nie ma co zatrzymywać. Jeżeli szyba przepuszcza normalne światło słoneczne/żarówkowe/świetlówkowe i nie powoduje zniekształcania kolorów, to znaczy ze przepuści światło z diód bez dużych strat;)

Wydaje mi się, że tak, z tym ze będą jakieś straty światła przez odbicie/rozproszenie/pochłonięcie przez szybę. Przy okazji daje kolejne zdjęcie. Młody liść D.binaty, który nigdy nie miał dostępu do bezpośredniego światła słonecznego. Mimo to się wybarwił.

Ledy kupiłem na allegro, 1,3zł za jedna białą, 1,8 zł za niebieską i ok 2,6 zł za czerwoną 660 nm. Można kupić tańsze 620 nm ale się dla roślin nie nadają. Radiatorki (bazy) pod diody po 0,5 zł za sztukę. Do tego pasta termoprzewodząca ale to już grosze. Plus jeszcze kabel, wtyczka i odbłyśnik. Zasilacz 35W za 59 zl, daje stałe natężenie 350mA a napięcie dostosowuje sam do liczby i koloru diód. Wygodne rozwiązanie bo daje możliwość dodania/usunięcia diód, trzeba się tylko zmieścić w zakresie napięć obsługiwaych przez zasilacz. Diody 1W niestety się grzeją. Przy podłączeniu samej diody bez radiatora spali się ona w kilkanaście/kilkadziesiąt sekund. W zamian za to dają tyle światła, że trudno patrzeć na nie na wprost. Zamiast odbłyśnika można użyć takiej płytki jak w moim projekcie nr 2: płytki są różne, od małych okrągłych po duże kwadratowe, ostatnio widziałem nawet podłużne na chyba 30 diód. W takim przypadku diody lutuje się bezpośrednio do płytki. rozwiązanie ma taką wadę, że diody mają szeroki kąt świecenia więc trzeba się mocno nakombinować, żeby cały strumień światła skierować na dół, na rośliny. Dodatkowo trzeba płytkę jakoś schłodzić ale jak się da większy radiator to nawet wiatraczka nie potrzeba. Jeśli ktoś chciałby się pobawić diodami to tu jest poradnik co i jak zrobić: http://www.neoled.pl/technika-led/artykuy/...awy-roslin.html albo kupić gotowy zestaw, chociaż jak się samemu zrobi to większa satysfakcja http://www.neoled.com.pl/moduly_led_do_wzrostu_roslin.html

Rośliny były pod tymi diodami od końca marca aż do teraz, z dwumiesięczną przerwą w lipcu i sierpniu. Latem wyjechałem za granicę, nikogo nie było w mieszkaniu i bałem się zostawić cokolwiek włączone do prądu. W wyniku tej przerwy, mimo, że było to podczas najdłuższych dni, większość roślin bez doświetlania wyglądała słabo. Po wznowieniu doświetlania ledami ich stan się szybko poprawił. W moim odczuciu jak najbardziej warto zastosować ten typ oświetlenia. Wadą jest to, że gotowe zestawy są bardzo drogie. Można poskładać samemu ale wymaga to chociaż podstawowej wiedzy teoretycznej i manualnej jak to zrobić. No i niestety w dalszym ciągu wychodzi trochę drożej niż w przypadku świetlówek.

Jeszcze kilka zdjęć: cefalotus na koniec marca, od kiedy zacząłem używać diód. Był raczej mizerny i miał dużo nieowadożernych liści. i ten sam cefalotus dzisiaj (widać też jak urosła muchołówka) Inny cefalotus, oddzielony od większej rośliny widocznej powyżej. zaczął się wybarwiać Tłustosze, na razie się nie wybarwiają, ale światło diód świetnie uwidacznia kropelki I na koniec Drosera indica. Kupiłem ją na koniec września, przyszła dość mocno wygnieciona, uszkodzone miała większość liści, tak że myślałem że nie przeżyje. Dzisiaj prezentuje się tak. Czerwoną kreską zaznaczyłem jak wysoka była łodyga jeszcze 15 dni temu. Jak dla mnie rośnie niesamowicie szybko.

Chciałbym się z Wami podzielić moimi doświadczeniami z zastosowaniem diód LED do doświetlania roślin owadożernych. Rośliny trzymam w akwarium (45cmx90cm) przy zachodnim oknie, jednak w takim miejscu, że słońce w zadowalających ilościach dociera tylko do prawej części akwarium, do lewej tylko wieczorem i to w najdłuższe dni. W związku z tym doświetlanie jest konieczne. Co mnie skusiło do zastosowania diód Led? - niższy pobór prądu, przedtem stosowałem zwykłe świetlówki 2X30W, jedna dla roślin, druga chyba Phillips aquarelle, efekty były dla mnie mało zadowalające, rośliny były blade i rosły anemicznie - przy zastosowaniu zwykłych świetlówek i odbłyśników mnóstwo światła uciekało poza akwarium. Na zewnątrz bloku (9 piętro) wyglądało to co najmniej dziwnie, jakby w mieszkaniu był wątpliwej reputacji przybytek – efekt świetlówki dla roślin dającej różowe światło. W pokoju kolor światła tez był dość irytujący i nienaturalny. - chęć pomajsterkowania i zrobienia czegoś samemu. W moim projekcie wykorzystałem odbłyśnik do zwykłej świetlówki. 33 diody o mocy 1W najpierw przylutowałem do małych radiatorów, te za pomocą kleju termoprzewodzącego przykleiłem do wnętrza odbłyśnika, diody połączyłem przewodem, podłączyłem do zasilacza i działa. (Nie można przylutować diód bezpośrednio do odbłyśnika bo skutkowało by to zwarciem.) Do odbłyśnika przykleiłem też kilka radiatorków żeby obniżyć temperaturę. Nie była jakaś bardzo wysoka, dało się dotknąć ręką odbłyśnika i trzymać, jednak gdzieś wyczytałem, ze temperatura powyżej 50 stopni skraca żywotność LED. Światło praktycznie nie ucieka poza akwarium, minusem takiego rozwiązania jest to, że bezpośrednio pod diodami jest najjaśniej, przy brzegach ciemniej, mimo to wystarczająco dla zdrowego wyglądu roślin. Efekt pracy z zewnątrz (jeszcze bez radiatorków na wierzchu). Na tylnej ścianie widać ładnie jak się rozchodzi strumień światła: Widok od spodu: Diody są umieszczone ok 20 cm nad powierzchnią torfu. Użyłem następującej kombinacji diód: biała neutralna : czerwona 660nm : niebieska 465 nm : czerwona 660 nm : biała neutralna itd. Kolory czerwony i niebieski są tak dobrane, żeby jak najbardziej zbliżyć się do maksimów absorbcji przez chlorofil. W diodach białych niebieska część spektrum ma maksimum w okolicach 440 nm i też jest bardzo dobrze absorbowane przez rośliny. Diody białe nie są konieczne. W moim pierwszym projekcie użyłem tylko diód czerwonych i niebieskich jednak takie światło okazało się być mocno różowe co jeszcze bardziej dawało złe skojarzenia. Poza tym rośliny w takim świetle miały czarny kolor – barwy światła są tak dobrane, ze praktycznie w całości absorbowane są przez rośliny. Rośliny odbijają światło zielone i stąd mają taki kolor. Brak zielonego w oświetleniu powodował, że nie miały czego odbijać i były czarne. Na 20 diód kolorowych wystarczą jednak 1-2 diody białe, żeby rośliny wyglądały w miarę normalnie. Problem w tym, że jak się da mało białych diód to powstają rejony w akwarium gdzie białego jest niewiele i rośliny dalej są czarne. Zdjęcie z wcześniejszej fazy projektu, bez białych diód. W aparacie rośliny mają jakiś kolor, jednak patrząc gołym okiem były czarne. Zestawu oświetlenia widocznego na zdjęciach używam od trzech tygodni. Przedtem, od wiosny używałem wcześniejszych projektów, jednak o mniejszej mocy. Efekty: Rośliny rosną szybko, są zdrowe, często kwitną. Po zastosowaniu obecnego oświetlenia cephalotus zaczął się wybarwiać, muchołówki które potrafią się wybarwiać są czerwone, regular formy lekko pomarańczowe. Wszystkie zamykają się bardzo szybko. Drosery binaty zaczęły wybarwiać liście na czerwony kolor, D. oblanceolata też. Drosera indica rośnie w zastraszającym tempie, D. regia też szybko. Niektóre rośliny nie wybarwiają się, mimo że roślina tego samego gatunku rosnąca obok jest wybarwiona. Mimo to widać że mają się dobrze. W takim świetle ładnie widać kropelki u tłustoszy, u rosiczek z resztą też jakby fajniejsze niż pod świetlówkami. kilka zdjęć: D madagascariensis - nie wybarwia się ale rośnie jak szalona, obok widać binaty które zaczęły zmieniać kolor liści: Na koniec trochę techniki: Przy wyborze diód LED – do wyboru mamy wersje 1W i 3W. Jest z tym pewne zamieszanie ponieważ diody 3W mają pobór mocy większy od 1W o … 2 razy Jest tak dlatego, ze diody 1W zasilane są prądem o wartości 350 mA, ale napięcie zależy od koloru diody. Białe i niebieskie diody potrzebują napięcia ok 3,2-3,3V, czerwone ok 2,4. Diody 3W mają pobór prądu 700mA. I tak pobór prądu diody czerwonej 1W wynosi 2,4V*0,350A= 0,84W, niebieskiej 3,3V*0,350A= 1,15W. Dla diód 3W wychodzi odpowiednio 1,68W i 2,31W (nazwa 3W jest więc dość myląca). Wg mnie lepiej zastosować większą liczbę diód 1W niż kilka 3W ponieważ przy większej liczbie diód źródło światła staje się bardziej rozproszone i unika się silnego strumienia światła pod jedną diodą i ciemniejszych obszarów dalej od niej.

Rośliny rosnące w cieniu mają zwykle więcej chlorofilu, w ten sposób mogą wykorzystać więcej światła, które do nich dociera. Dla roślin światłolubnych, rosnących w pełnym słońcu, niedobór światła nie będzie czynnikiem ograniczającym wzrost - będzie nim najczęściej niedobór wody lub pierwiastków biogennych, stąd nie muszą wychwytywać całej energii jaka do nich dociera ze światłem. Z drugiej strony niska zawartość chlorofilu może występować także w przypadku niedoborów azotu, wtedy nie będzie związana z preferencjami rośliny co do oświetlenia. Tak więc wysoka zawartość chlorofilu w liściu dzbanecznika świadczy pośrednio o tym, że wymaga on mniej światła od rosiczek i muchołówek Zmierzyłem u tłustosza (Pinguicula × weser), wyszło 122. Niestety mam tylko jeden egzemplarz, w dodatku jest cały zielony. Myślę, że gdyby się wybarwił zawartość chlorofilu by spadła.

mogą się połamać ale mam wrażenie, że tylko jeżeli nie są przyzwyczajone do wiatru. Mam mini torfowisko na balkonie na 9 piętrze, zdarza się że mocno powieje. Po zimowaniu rozwijające się dzbanki i te, które wyrosły zanim wystawiam je na balkon są bardzo podatne na złamania. Kolejne są już odporne na wiatry i nie zauważyłem, żeby się łamały. Kładą się na ziemię przy podmuchu ale się nie łamią, ewentualnie najdłuższe rosną raczej poziomo niż pionowo.

jeszcze jeden pomiar, dla innego dzbanka kapturnicy:

Witam po długiej przerwie, udało mi się uzyskać dostęp do urządzenia mierzącego zawartość chlorofilu w liściach roślin - CCM 300, taki jak na zdjęciu: Urządzenie jest dokładne, ponieważ mierzy zawartość chlorofilu w oparciu o jego fluorescencję, nie o intensywność zielonej barwy jak robi to np Minolta SPAD 502. W związku z tym, o ile Minolta potrafi wykazać chlorofil w czymkolwiek co jest zielone, to CCM nie daje się tak oszukać. Wyniki pomiarów dla dwóch dzbanków kapturnicy, zawartość chlorofilu podana jest w mg/m2: tu przepraszam za dziwną perspektywę zdjęcia, kapturnice rosną na 9 piętrze na balkonie i wiatr powoduje, ze niektóre dzbanki rosną poziomo zamiast w pionie. Dla porównania czy te wartości są wysokie na tle innych roślin (średnia dla 5 pomiarów): philodendron: 692 hoja: 545 aspidistra:622 cissus: 1176 kaktus, z gatunku mi nieznany: 420 rośliny owadożerne (najczęściej po 1 pomiarze ze względu na trudności techniczne z pomiarem u rosiczek): dzbanecznik 484 muchołówka - ogonek liściowy: 148, wnętrze pułapki: 65 rosiczka przylądkowa: 59 cefalotus, liść niepułapkowy: 160 Drosera dielsiana, silnie wybarwiona na czerwono 103 Drosera hamiltonii: 217 Jeśli ktoś będzie chętny to do jutra mogę jeszcze wykonać jakieś pomiary fluorymetrem, ale są to wyniki, które większości osób nic nie powiedzą.

podczas wystawiania roślin podczas dni SGGW: - a co to jest? -rośliny owadożerne - co? rośliny wodożerne????wodę jedzą? jedna pani powiedziala że myślala ze płyn w dzbankach dzbanecznika jest slodki i w ten sposob przyciaga owady. nawet sprobowala ale slodki nie byl.

do moderatorów: jeżeli dałem artykuł w złym dziale to proszę, przenieście go. Jeżeli jest niejasny to go poprawie, ale dopiero za miesiąc, kiedy wróce z gór. jakby były blędy stylistycze, literowki to nie krzyczcie, pisałem to na szybko bo mam mało czasu przed wyjazdem. Na pewno każdy pamięta z lekcji biologii podstawy funkcjonowania systemu nerwowego zwierząt. W komórkach układu nerwowego – neuronach powstają impulsy elektryczne, które rozprzestrzeniają się z dużą prędkością, nawet do 120 m/s w grubych włóknach mielinowych W pobudliwych komórkach występuje stała różnica potencjałów między wnętrzem neuronu a środowiskiem zewnętrznym. Jest ona spowodowana nierównomiernym rozmieszczeniem jonów. W aksonie (długa wypustka neuronu odpowiadająca za przewodzenie impulsów elektrycznych) znajduje się więcej jonów o ładunki ujemnym, stąd wnętrze aksonu jest naładowane ujemnie. Jeżeli na komórkę nie działa żaden bodziec, różnica potencjałów utrzymuje się na stałym poziomie, mówimy wtedy o potencjale spoczynkowym. Po przekroczeniu pewnej siły bodźca (tzw. progu pobudliwości) powstaje potencjał czynnościowy. Jest to nagła, krótkotrwała zmiana ładunku wnętrza aksonu. W ciągu zaledwie 1-2 milisekund wnętrze aksonu z ujemnego staje się dodatnie a następnie ponownie ujemne. Ta nagła zmiana jest spowodowana otwarciem odpowiednich kanałów jonowych i przepływem jonów (K+, Na+, Cl-).Potencjały czynnościowe rozprzestrzeniają się wzdłuż aksonu i są przekazywane na kolejne komórki nerwowe (Krzymowski i wsp, 2005). Potencjał czynnościowy, http://openwetware.org/images/thumb/a/a6/A...tential.jpg.png U niektórych roślin także występują potencjały czynnościowe. Służą one do szybkiego przekazywania informacji. W roślinach nie występują wyspecjalizowane tkanki służące do przekazywania impulsów elektrycznych, stąd prędkość potencjałów czynnościowych jest znacznie niższa niż u zwierząt. Na przykład u rzodkiewnika pospolitego wynosi zaledwie 1,15 mm/s, u wątrobowca Conocephalum conicum1,67-5 mm/s, u mimozy 20-30 mm/s, u kukurydzy 30-50 mm/s, u sorgo 270 000 mm/s Favre i Agosti, 2007). U rosiczki w zależności od typu włoska oraz temperatury, prędkość ta waha się między 2 a 20 mm/s. (Williams i Pickard, 1972) Potencjały czynnościowe występują także u muchołówki. Powstają pod wpływem zgięcia włoska czuciowego. Można je wywołać także za pomocą impulsu prądu elektrycznego (Hodick i Sievers, 1988; 1989; Król i wsp. 2006; Volkov i wsp, 2007,2008), uszkodzenia mechanicznego pułapki (Hodick i Sievers, 1989), nagłego obniżenia temperatury (Król i wsp. 2006), a w warunkach eksperymentalnych także w wyniku nagłego zwiększenia intensywności światła (Trębacz i Sievers, 1998). Pobudliwe są wszystkie komórki budujące klapy. Pobudliwość wszystkich komórek pułapki może służyć zwiększeniu prędkości przekazywania sygnału (Hodick i Sievers, 1988). Potencjały czynnościowe występują tylko w części pułapkowej liścia, nie pojawiają się w ogonku liściowym. (Hodick i Sievers, 1988; Volkov i wsp, 2008). Prędkość potencjałów czynnościowych u muchołówki nie została jednoznacznie określona. Jest to wartość między 6 cm/s do 20 cm/s. Volkov i wsp (2008) uważają że może ona wynosić nawet 10 m/s. Różnicę tłumaczą zastosowaniem nowszych technik pomiarowych. Również czas trwania potencjału czynnościowego nie jest dokładnie znany. W nowszych publikacjach jest podawany przedział między 2 a 10 s (Hodick i Sievers, 1988; Trębacz i Sievers 1998; Król i wsp., 2006), natomiast Volkov i wsp. (2008) podają zaledwie 1.5 ms. Żeby doprowadzić do zamknięcia pułapki, w temperaturze pokojowej, muszą wystąpić dwa potencjały czynnościowe w ciągu 20 sekund. W przypadku, gdy ten czas jest dłuższy potrzebne są kolejne stymulacje Przy stymulacjach co 1 minutę potrzeba średnio 3.8 zgięć włoska czuciowego, przy 2 minutach – 6.2, a przy 3 minutach - 8.7. W temperaturze 35-40 oC wystarczy jedno pobudzenie aby zamknąć pułapkę (Lloyd , 1942). Kiedy pułapka znajduje się w stanie spoczynku, potrzebna jest większa liczba stymulacji niż dwie. Pułapkę można zamknąć nie tylko przez podrażnienie włosków czuciowych, ale za pomocą każdego działania powodującego powstanie potencjału czynnościowego. Na przykład można schłodzić pułapkę a następnie podrażnić włosek czuciowy ( ) lub odwrotnie. Do zamknięcia pułapki za pomocą prądu elektrycznego konieczne jest przekazanie ładunku 14 μC. Ładunek może być przekazany w jednej porcji lub w kilku mniejszych, aby zapoczątkować ruch pułapki. Jeżeli w ciągu 20 sekund nie zostanie przekazany ładunek 14 μC potrzebna jest dodatkowa stymulacja elektryczna (Volkov i wsp., 2007). Pułapkę zamkniętą za pomocą impulsu elektrycznego można zobaczyć na filmie ( ). Z powodu zastosowania prądu o wysokim napięciu, część energii elektrycznej przedostała się przez niepobudliwy ogonek liściowy i spowodowała zamknięcie także innej pułapki. Mechanizm powstawania potencjałów czynnościowych jest inny niż u zwierząt. U muchołówki amerykańskiej za powstanie potencjału czynnościowego odpowiada zwiększone stężenie jonów Ca2+ w cytoplazmie. Wapń magazynowany jest w wakuoli lub w ścianie komórkowej, skąd przez kanały jonowe dostaje się do cytoplazmy. Pod wpływem wyższego stężenia Ca2 otwierają się kanały jonowe dla chloru. Jony Cl-, których jest więcej cytoplazmie niż w środowisku zewnętrznym, opuszczają ją. Napływ dodatnich jonów wapnia i wypływ ujemnych jonów chloru powoduje, że cytoplazma staje się mniej ujemna lub uzyskuje ładunek dodatni. Wtedy otwierają się kanały jonowe dla potasu. Jony K+ są zlokalizowane w wyższym stężeniu w cytoplazmie, po otwarciu specyficznych dla nich kanałów jonowych opuszczają ją. Prowadzi to do repolaryzacji, tzn. cytoplazmie zostaje przywrócony ładunek ujemny. Następnie pompy jonowe przywracają początkowe rozmieszczenia jonów, co umożliwia powstawanie kolejnych potencjałów czynnościowych (Król i wsp., 2006). Schemat przedstawia wpływ inhibitorów kanałów jonowych na potencjały czynnościowe, ich działanie potwierdza przedstawioną wyżej teorię. Podanie A-9-C – inhibitora kanałów anionowych zakłóca depolaryzację i obniża amplitudę. TEA+ - inhibitor kanałów potasowych zakłóca repolaryzację i zwiększa amplitudę. LaCl3 – inhibitor kanałów wapniowych powoduje, że potencjały czynnościowe mają mniejszą amplitudę (wg. Król i wsp., 2006). Zwiększenie stężenia wapnia w cytoplazmie w warunkach naturalnych następuje pod wpływem zgięcia włoska czuciowego. We włosku czuciowym znajdują się komórki, podatne na zginanie. W nich znajdują się kanały jonowe dla wapnia bramkowane mechanicznie. Oznacza to, że otwierają się pod wpływem zgięcia włoska czuciowego, co prowadzi do wzrostu stężenia wapnia w komórkach położonych poniżej. W tych komórkach powstaje potencjał czynnościowy, który za pośrednictwem plazmodezm jest przekazywany do kolejnych komórek. Każde wystąpienie potencjału czynnościowego zwiększa krótkotrwale stężenie wapnia w cytoplazmie. Żeby pułapka się zamknęła, musi ono osiągnąć pewien minimalny poziom. Pułapka nie zamyka się w wyniku pojawienia się jednego potencjału czynnościowego, gdyż stężenie wapnia jest zbyt niskie. Osiąga ono poziom progowy dopiero po drugim potencjale czynnościowym. Jeżeli jednak drugie pobudzenie nastąpi ponad 20 sekund po pierwszym, pułapka nie zamknie się. Jest to spowodowane tym, że po chwilowym wzroście stężenia jonów Ca2+ uaktywniają się pompy jonowe usuwające wapń z cytoplazmy. Dopiero kolejny potencjał czynnościowy powoduje, że stężenie wapnia jest wystarczająco wysokie. (Hodick i Sievers, 1988). Po całkowitym zablokowaniu kanałów wapniowych pułapki stają się niepobudliwe. Nie zamykają się jeżeli podrażni się włoski czuciowe. Tak potraktowaną pułapkę można pociąć na fragmenty, nie powodując jej zamknięcia (Hodick i Sievers, 1989). Cytowana literatura: Favre P, Agosti R..2007. Voltage-dependent action potentials in Arabidopsis thaliana. Physiologia plantarum 131(2):263-72. Hodick D, Sievers A. 1988. The action potential of Dionaea muscipula Ellis. Planta 174: 8-18 Hodick D., Sievers A. 1989. On the mechanism of trap closure of Venus Flytrap (Dionaea muscipula Ellis). Planta 179:32-42. Król E., Dziubińska H., Stolarz M., Trębacz K. 2006 Effects of ion channel inhibitors on cold – and electrically-induced action potentials in Dionaea muscipula. Biologia Plantarium. 50 (3): 411-416 Krzymowski T. (red.), Przała J. (red.), praca zbiorowa 2005. Fizjologia zwierząt. Państwowe Wydawnictwo Rolnicze i Leśne, Warszawa Trębacz K, Sievers A. 1998. Action Potentials Evoked by Light in Traps of Dionaea muscipula Ellis. Plant and Cell Physiology. 39: 369-372. Volkov A.G., Adesina T, Jovanov E. 2007. Closing of Venus Flytrap by Electrical Stimulation of Motor Cells. Plant Signaling & Behavior 2:3, 139-145 Volkov A.G., Adesina T., Jovanov E. 2008. Charge induced closing of Dionaea muscipula Ellis trap. Bioelectrochemistry. Williams S., Pickard B. 1972. Properties of Action Potentials in Drosera Tentacles. Planta 103: 222-240.

jeżeli bez przyzwyczajenia rośliny dasz ją na parapet to najprawdopodobniej uschnie.Nie cała ale część nadziemna prawdopodobnie tak. W warunkach 100% wilgotności kapturnica nie musiała się martwić o niedobór wody i nagła zmiana warunków spowoduje że nie poradzi sobie ze zbyt szybka jej utratą. Stawiam, że nie ma wykształconej dostatecznie grubej kutykuli zabezpieczającej przed zbyt szybką transpiracją. Miałem tak z cefalotusem, z podobnych warunkow został przeniesiony do akwarium z 70% wilgotnoscia. w ciagu kilku godzin prawie wysechł, mimo że podłoże miał mokre. po przywyczajeniu go do nizszej wilgotnosci trzymam go na balkonie i widać ze mu tam dobrze.

artykul na forum na pewno bedzie. z tym że jestem teraz poza Warszawa, a tam zostala i praca i wszystkie artykuly. z głowy nie chce pisac zeby glupoty nie walnąć, no i z głowy nie wpisze odnośników literaturowych. W poniedzialek jade do Warszawy, jeżeli starczy mi czasu przed wyjazdem na Ukrainę napiszę o potencjałach czynnościowych w muchołowce: jak powstają, co je wywołuje, dlaczego po 1 podrażnieniu włoska czuciowego pułapka nie zamyka się i dlaczego dwa pobudzenia włoska muszą się odbyć w ciągu 20 sekund. Po powrocie z gór napiszę o mechanizmie zamykania pułapki i o tym jak sie otwiera. i o rosiczce: o tym jak to się dzieje ze liść się zagina i skąd roślina wie w którym miejscu ma się zgiąć.no i o potencjałach czynnościowych we włoskach rosiczki. Myślę że ciekawy byłby artykuł o tym jak wyewoluowała pułapka muchołowki i ogolnie rośliny owadożerne. i dlaczego owadożerność występuje tylko w wąskiej grupie roślin i nie jest szerzej rozpowszechniona. chyba że ktoś już o tym pisał, nie będę w takim przypadku sie powtarzal.

Kapturnica po starciu z owadem. Ten, który wystaje z dzbanka nie przegryzł się, nie ma do tego odpowiedniego aparatu gebowego. Dziure zrobil inny owad który uciekl. Ten okazał się za duzy i utknął.

Dziekuje za słowa uznania @marrom: dostęp do książek do fizjologii roślin mam,nie jest to problem. w takich książkach jest dużo wiedzy ale ogolnej, do wykorzystania w pracy słabo się nadają. Będę musiał korzystać z angielskich publikacji. ogolne o ekspansynach są ale mi zależy o takich w których będzie powiedziane że występują u roślin owadożernych. bez tego jest spora szansa że w katedrze powiedzą mi ze nie chca ryzykować i pchać sie w badania ktorych jeszcze nikt nie robił i dadza mi jakieś nicienie... :/ Dałoby się zrobić krótki artykuł o tym jak się muchołowka rusza, nie byłby to duży problem. mogę jeszcze do pracy magisterskiej badać potencjały czynnościowe we włoskach rosiczki. u muchołowki jest to zbadane a u rosiczki ostatnie prace na ten temat sa z lat 70-tych. Rozmawiałem z prof. Trębaczem, który badał muchołówki, tak wstępnie się zgodził zebym to robił u niego. Problem jest taki że mieszkam w Warszawie a na badania bym musiał jezdzic do Lublina. @rafikiq niezły pomysł z katedrą. z tym że zupełnie nierealny bo nikt nie będzie chciał płacic na wyposazenie i utrzymanie takiej katedry. przykladowo mikroskop elektronowy jaki maja moi botanicy, dosc prosty model, kosztuje 1 200 000 zł. diamentowy nozyk do ciecia preparatow, który się składa kawałka plastiku wielkości temperówki za 1zł i diamentu kosztuje 6000$. a z samym mikroskopem elektronowym i nożykiem nic się nie zdziała bo potrzebne jest całe zaplecze żeby w ogole preparat zrobic a co dopiero ogladac. no chyba ze jakies 2 -3 miliony zlotych podzielimy na forumowiczów, każdy wplaca swoją częśc i zakładamy

Pochwalę się na łamach forum: Wczoraj obroniłem pracę licencjacką pt.: Mechanizmy ruchów liści pułapkowych roślin owadożernych: muchołówki amerykańskiej (Dionaea muscipula) oraz rosiczki przylądkowej (Drosera capensis). Dostałem 5 a promotorka zlozy wniosek o nadanie wyróżnienia była to praca przeglądowa, za dużo własnych badań nie było, ale w pracy licencjackiej nie musi byc. Jesienią prawdopodobnie będzie z tego publikacja w jakimś polskim czasopiśmie. Pracę napisałem w katedrze fizjologii roślin, na kierunku biologia na warszawskiej SGGW. pochwalę się jeszcze: 9 lipca z kołem naukowym jadę na Ukrainę w góry. Bedę robił zdjęcia fitosocjologiczne na terenia młak, na terenie występowania tłustosza alpejskiego Wyjazd bedzie trwał miesiąc. (dla niewtajemniczonych: zdjęcie fitosocjologiczne do zdjęcia fotograficznego ma sie jak słoń do słoniny). Mam też pytanie o pracę magisterską. miałbym możliwość zbadania ekspansyn w roślinach owadożernych (białka odpowiadające za rozluźnienie ściany komórkowej i umożliwiające w ten sposób wzrost wymiarów komórek). W katedrze botaniki wykrywali już ekspansyny u innych roślin więc doświadczenie maja. Mają też mikroskop elektronowy, fluorescencyjny i wypaśny świetlny. Czy wie ktoś czy sa jakieś dane literaturowe o ekspansynach w roślinach owadożernych? zwłaszcza chodzi o rosiczkę, bo u niej to na pewno te białka występują. a jeżeli udałoby się je wykryć u muchołowki potwierdzałoby to teorię że u tej rosliny też występuje wzrost kwasowy.

wydaje mi się że owad , który to zrobił zaczął jesć otwartą pułapkę, która zamknęła się dopiero w wyniku uszkodzenia mechanicznego. dlaczego tak mysle? wyzarte jest duzo więcej niż potrzeba do ucieczki. owad walczący o życie raczej by zrobił dziurę wystarczająco dużą żeby uciec a nie zaczynałby konsumpcji. chociaż kto go tam wie. http://www.fotosik.pl/pokaz_obrazek/6554d85a9ee04caa.html http://www.fotosik.pl/pokaz_obrazek/65d766af8b09eed6.html http://www.fotosik.pl/pokaz_obrazek/51e5990253ed23f2.html tu są zdjęcia owada, który byl w środku ale nie dał rady uciec.

troche zdjec z naprawde żarłocznymi roślinami dałem w tym temacie http://rosliny-owadozerne.pl/forum/index.p...amp;#entry71706